Patrones complejos de circulación de hemolinfa en alas de saltamontes | Beijing AgileLift Ventures Group Co., Ltd.

Biología de las comunicaciones volumen 6, Número de artículo: 313 (2023) Citar este artículo

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Los sistemas vivos de un insecto (circulación, respiración y un sistema nervioso ramificado) se extienden desde el cuerpo hasta el ala. La circulación de la hemolinfa del ala es fundamental para hidratar los tejidos y suministrar nutrientes a los sistemas vivos, como los órganos sensoriales del ala. A pesar del papel crítico de la circulación de la hemolinfa en el mantenimiento de la función saludable de las alas, las alas a menudo se consideran cutículas "sin vida" y los flujos permanecen en gran parte sin cuantificar. La microscopía fluorescente de alta velocidad y el seguimiento de partículas de hemolinfa en las alas y el cuerpo del saltamontes Schistocerca americana revelaron un flujo dinámico en cada vena de las alas delanteras y traseras. El sistema global forma un circuito, pero el comportamiento del flujo local es complejo y presenta tres tipos distintos: flujo pulsátil, aperiódico y con "fugas". Los corazones del ala torácica extraen hemolinfa del ala a frecuencias más lentas que el vaso dorsal; sin embargo, la velocidad de retorno de la hemolinfa (en el ala trasera) es más rápida que en el vaso dorsal. Para caracterizar la mecánica de flujo interno del ala, mapeamos parámetros de flujo adimensionales a través de las alas, revelando regímenes de flujo viscoso. Las alas sostienen comportamientos de insectos ecológicamente importantes, como la polinización y la migración. El análisis del sistema circulatorio del ala proporciona una plantilla para futuros estudios que investiguen la hemodinámica crítica necesaria para mantener la salud del ala y el vuelo de los insectos.

Las alas de los insectos a menudo se consideran cutículas muertas y sin vida, pero un ala saludable y en funcionamiento está indisolublemente ligada al flujo circulatorio activo en su interior1,2,3. La hemolinfa, la sangre de un insecto, sirve para hidratar los tejidos, suministrar nutrientes a los sistemas nervioso y respiratorio, y hacer circular las células involucradas en la función inmunológica, proporcionando una función fisiológica crítica en todos los insectos4,5,6. Estos sistemas también se extienden y se ramifican en el ala, necesitando nutrición por hemolinfa, como en el cuerpo7,8. El flujo de hemolinfa también está involucrado en el desarrollo de los insectos, sirviendo como herramienta hidráulica durante el crecimiento, la metamorfosis, la eclosión y la expansión de las alas9,10. Dentro del ala misma, la circulación de la hemolinfa es necesaria para los órganos vivos y las estructuras sensoriales11, como los órganos productores de olor en las alas de los lepidópteros8 y miles de pelos sensoriales distribuidos en las alas de las libélulas6,12,13. Los tejidos estructurales incrustados en las venas de las alas, como la resilina14,15, dependen de la hidratación de la hemolinfa, proporcionando al ala viva humedecida propiedades mecánicas diferentes a las de un ala seca y muerta, lo que demuestra el papel esencial de la circulación para el vuelo de los insectos16. De hecho, bajo la desecación, la dureza de la cutícula del insecto disminuye drásticamente17. Sin embargo, mientras que las propiedades estructurales y aerodinámicas de las alas de los insectos están relativamente bien estudiadas18, los sistemas vivos internos dentro de las alas, y el flujo que los alimenta, se han ignorado en gran medida, a pesar de su importancia crítica para la ecología y la evolución de los insectos.

Se conocen bien algunas tendencias generales relativas a la circulación en las alas. En 14 órdenes de insectos, hay dos patrones principales de flujo en los insectos en reposo: flujo tortuoso (unidireccional: similar a un circuito) y flujo de marea (bidireccional: en todas las venas a la vez y luego hacia afuera)7,19,20. Las alas de los mosquitos, por ejemplo, exhiben un flujo tortuoso dentro de sus diminutas alas de escala milimétrica, impulsado por un corazón del ala torácica independiente que extrae la hemolinfa del ala de manera pulsátil21. Los lepidópteros, por el contrario, muestran flujo de marea en algunas especies; la polilla Atlas gigante (Attacus atlas), con una envergadura de alas de 30 cm, utiliza múltiples corazones de alas torácicas, sacos de aire torácicos y tráqueas que se extienden hacia las venas para empujar y luego extraer hemolinfa a través de todas las venas de las alas19. Trabajos recientes en lepidópteros más pequeños revelaron flujo de marea en una especie (Vanessa cardui) pero flujo tortuoso en otras dos (Satyrium caryaevorus y Parrhasius m-album) con órganos productores de olor en sus alas8, lo que sugiere que los patrones de flujo pueden funcionar para dar servicio a estructuras de alas específicas .

Sin embargo, los análisis cuantitativos de la circulación de la hemolinfa dentro de las alas aún son escasos, particularmente aquellos que identifican comportamientos de flujo local dentro de las venas. Estudios anteriores se han centrado en mediciones cualitativas o de flujo masivo en insectos en reposo12,20,22. Medir el movimiento de fluidos dentro de las venas de las alas de los insectos es una tarea difícil, incluso en un ala estacionaria1. En la última década, el aumento del uso de colorantes fluorescentes inyectados o partículas y video de alta velocidad ha permitido mediciones más detalladas del flujo de hemolinfa en insectos en reposo1,12,21,23,24. Tales herramientas han revelado que en el mosquito Anopheles gambiae, la hemolinfa ingresa al ala a una velocidad más lenta (99 μm por segundo), regresando al cuerpo a una velocidad mucho más rápida (458 μm por segundo), una diferencia de ~4.5×21. El aumento de los recursos computacionales ha permitido modelos 3D dinámicos de flujo en el aleteo, lo que sugiere que la presencia de hemolinfa reduce las inestabilidades aerodinámicas como el aleteo25. Recientemente, el modelado experimental y analítico combinado ha demostrado que el aleteo puede inducir flujos de hemolinfa más rápidos dentro del ala que los observados durante el reposo12, pero el método condujo a una alta mortalidad y baja actividad en la mayoría de los insectos.

Además, la red circulatoria en sí misma no es un simple sistema de tuberías uniformes. El tamaño de la vena puede variar drásticamente dentro de un ala, estrechándose tanto desde la base hasta la punta (a lo largo de la envergadura) y de borde a borde (a lo largo de la cuerda), así como entre especies, con diámetros que difieren en casi tres órdenes de magnitud desde 0,5 μm en mosquitos a 300 μm en polillas grandes. Además, algunas regiones del ala reciben hemolinfa a través de rutas que no tienen estructuras similares a canales transparentes proporcionados por las venas del ala (es decir, regiones de membrana con fugas)7,26. Los parches circulares que producen olor en las alas de las mariposas lycenid (Eumaeini)8, por ejemplo, pueden proporcionar una resistencia porosa al flujo, y se cree que el pterostigma de la libélula, un seno rectangular discreto en la punta del ala, contiene grandes cantidades de hemolinfa26. Dichos elementos aumentan la complejidad de la circulación en el ala e impiden el modelado mecánico simple del sistema. Los modelos no solo brindan información fundamental sobre la función fisiológica, sino que también son necesarios para que la ingeniería bioinspirada o biomimética produzca microfluidos más efectivos, importantes en una amplia gama de aplicaciones, incluidos biosensores, dispositivos de administración de fármacos y laboratorio en un laboratorio. dispositivos de chip27,28,29.

En general, hay una falta de comprensión de los patrones de flujo específicos dentro de las venas del ala y cómo se relacionan con la geometría de la red circulatoria del ala. Esta brecha en el conocimiento, entre la descripción y el flujo cuantitativo, dificulta nuestra comprensión del importante papel que juega la hemolinfa en el comportamiento de los insectos y la función de las alas saludables.

Aquí, utilizamos microscopía de partículas fluorescentes de alta velocidad para observar, rastrear y cuantificar la circulación de hemolinfa activa dentro de las alas delanteras y traseras densamente ventiladas, así como el cuerpo de saltamontes de aves americanas adultas Schistocerca americana en reposo. Elegimos esta especie por su historia como organismo modelo para estudios de vuelo; S. americana es conocida por su daño a la agricultura, y sus alas, y las que están estrechamente relacionadas con ella, han sido investigadas en términos de biomecánica del ala, daño y características estructurales30,31,32,33. Los especímenes adultos son de tamaño intermedio y tienen una nervadura alar más compleja y densa en relación con estudios previos de circulación alar (p. ej., el mosquito y la polilla Atlas). Como una especie de plaga ecológicamente relevante, S. americana está fácilmente disponible a través de colaboraciones con las instalaciones del Departamento de Agricultura de EE. UU. (USDA).

Investigamos dos hipótesis basadas en el conocimiento previo de los mosquitos, el único otro insecto para el que se conocen las tasas de flujo21: (1) la hemolinfa atraviesa cada vena dentro de una red de venación, (2) la hemolinfa regresa al cuerpo a través de las venas del borde de salida a una velocidad mucho mayor. más rápido que el que entra en el ala. Dadas las numerosas incógnitas sobre cómo las estructuras incrustadas en el ala o los patrones de venación interactúan con el flujo de hemolinfa, también exploramos dos preguntas adicionales: (3) ¿cambian los patrones de flujo según la ubicación dentro del ala? y (4) ¿cuál es la participación del flujo fuera de las venas cerradas, dentro de los senos estructurales amorfos? Por último, caracterizamos la dinámica de la variación del comportamiento de los fluidos mediante el cálculo de los números adimensionales de Reynolds, Womersley y Péclet en todo el ala, lo que brinda información fundamental sobre las reglas físicas que guían su flujo circulatorio.

Estructuralmente, las alas de los insectos están compuestas de venas tubulares quitinosas y regiones membranosas delgadas5. Si bien las venas son estructuras de apoyo, también son extensiones de los sistemas circulatorio y traqueal abiertos (Fig. 1a), impulsadas por los corazones del ala torácica que extraen la hemolinfa a través de un ala (Fig. 1b). La hemolinfa hidrata los tejidos y las venas que contienen los tubos traqueales (Fig. 1c). El sistema traqueal, una red ramificada, sirve para suministrar oxígeno directamente a los tejidos de todo el cuerpo y apéndices a través de la difusión y la advección (flujo masivo)34. Las ramas traqueales se extienden primero hacia el tejido del ala durante el desarrollo de la almohadilla del ala y se pueden encontrar en la mayoría, pero no en todas, las venas de las alas adultas7,35. También se puede ver la tráquea comprimiéndose bajo pulsos de hemolinfa (Película complementaria 3), lo que demuestra un acoplamiento mecánico entre los sistemas circulatorio y respiratorio19. En algunas partes del ala, las tráqueas pueden obstruir el flujo (como en la Película complementaria 3), y cuando el flujo de hemolinfa se invierte, las tráqueas pueden verse expandiéndose.

a Esta caricatura presenta los dos principales sistemas de fluidos dentro de un insecto: el sistema circulatorio abierto (izquierda) y el sistema respiratorio cerrado (derecha). Dentro de un sistema circulatorio abierto, la hemolinfa (sangre de insecto) comúnmente se bombea de posterior a anterior a través de un corazón tubular largo llamado vaso dorsal. Corazones accesorios (es decir, bombas) en el tórax llamados "corazones de ala" bombean sangre desde el ala40. El sistema respiratorio de un insecto es una red de tubos traqueales y sacos de aire que transportan oxígeno y dióxido de carbono directamente a los tejidos a través de la advección y la difusión (el diagrama es representativo)34. b En S. Americana, los corazones del ala torácica tienen "conductos de retorno" (es decir, ramas escutulares) donde la hemolinfa sale del ala y regresa al corazón principal. Un corte transversal a través del tórax revela cómo estos corazones del ala torácica están ubicados dorsalmente por encima del corazón tubular principal. c Un ejemplo de sección transversal (no proporcional) a través de una vena revela (i) hemolinfa, ramas traqueales, nervios y pared de la vena2. Las vistas ampliadas (ii) y (iii) muestran las ramas nerviosas que se conectan a los propioceptores y cómo los tubos traqueales y de hemolinfa forman redes dentro del ala. Dibujos en b, c inspirados en Pass2,3.

Usando partículas fluorescentes de flotación neutra y video de alta velocidad, grabamos partículas que fluyen en sincronía con los hemocitos que se advectan hacia el ala, a través de las venas del borde de salida del ala, cerca de la base del ala (Fig. 2a-c, Película complementaria 1). Para cuantificar los flujos, empleamos métodos de seguimiento que incluyen (1) seguimiento de partículas multiparamétrico automatizado (Fig. 3a) y (2) seguimiento de partículas semiautomático en Matlab (DLTdv5)36 para seguir cientos de partículas en todo el ala y el cuerpo (~ 800, véase la Fig. 1 complementaria). Los datos de posición variables en el tiempo de estas partículas rastreadas se usaron para calcular velocidades de flujo instantáneo e identificar patrones de flujo en adultos de S. americana en reposo (Fig. 2c). En la Fig. 3a se muestran rutas de flujo de ejemplo y la velocidad instantánea media correspondiente de todas las partículas visibles en una serie de imágenes medidas a lo largo del tiempo (para un individuo representativo). Los movimientos de partículas generalmente aparecen más coordinados en regiones donde la pulsatilidad es dominante (es decir, la base del ala, Fig. 3a, flujo masivo), en comparación con donde no es pulsátil (es decir, la punta del ala, Fig. 3a, flujo aperiódico). En los esquemas de ala de la Fig. 2c, la ubicación de partículas indica la posición de inicio normalizada del seguimiento, y el agrupamiento indica que se rastrearon múltiples partículas dentro de una región. En la Fig. 2c (abajo), las partículas dentro del cuerpo se agitan y representan una ubicación de seguimiento general.

a Vista del tórax dorsal de un saltamontes bajo un microscopio fluorescente (izquierda). Se inyectaron insectos vivos con partículas fluorescentes de flotación neutra. Antes de la toma de imágenes y la inyección de partículas, S. americana fue anestesiada brevemente con dióxido de carbono y restringida rápidamente con plastilina; las alas se extendieron entre dos portaobjetos de vidrio (la luz azul indica fluorescencia). b La vista dorsal indica la ubicación de los corazones del ala torácica y los conductos de retorno a la bomba del corazón del ala. El vaso dorsal domina el bombeo de la hemolinfa dentro de un insecto, pero no puede hacer circular la hemolinfa hacia las alas sin la ayuda de los corazones del ala torácica, que bombean la hemolinfa desde el ala. c Mapa de alas (coordenadas normalizadas) de todas las partículas (500 en total) rastreadas y cuantificadas en 8 saltamontes adultos tanto en las alas delanteras como traseras (16 alas en total). Mapa corporal de partículas medidas (300 en total) en todo el cuerpo.

a Utilizamos el seguimiento de partículas multiparamétrico para detectar el movimiento masivo de partículas, lo que permite el seguimiento de un gran número de partículas. El flujo cerca de la base del ala (flujo a granel) muestra una pulsatilidad distintiva (entre individuos), mientras que en regiones como la punta del ala (región reticular), el flujo atraviesa más uniones y los patrones son menos periódicos (los saltos aperiódicos indican un viaje entre las venas transversales a largas distancias). venas). Estos gráficos de ejemplo muestran la velocidad vertical (componente y) de cientos de partículas dentro de una región para un individuo representativo (tanto arriba como abajo). b Las métricas del ala se clasificaron en cinco regiones (izquierda) según la ubicación y la estructura de la vena: (1) borde de ataque (rosa, costa a subcosta), (2) membrana (roja, subcosta al radio), (3) punta del ala (oscuro azul, sector radial a medio), (4), celosía (amarillo, medio a post cúbito) y (5) borde posterior (verde claro, post cúbito a región vanal). Las etiquetas siguen la nomenclatura de venas largas (las venas cortas generalmente no tienen nombre). c Se encontró que el flujo general en el ala era tortuoso, donde la hemolinfa se movía hacia el ala a través de las venas C, Sc y R, y hacia afuera del ala a través de las venas Cu y V37. d Siguiendo los dibujos de las alas de Arnold (1964)7, los vectores dibujados a mano representan el comportamiento de la hemolinfa (basado en el análisis de seguimiento). El seguimiento de partículas fluorescentes revela que el flujo se comporta de tres modos: pulsátil (flecha de dos puntas), con fugas (flecha curva) y aperiódico (flecha recta). Ejemplos de venación anterior (i.–v.) y posterior (vi.–x.) en cada una de las cinco regiones. Venas del ala: C—costa, Sc—subcosta, R—radio, Rs—sector del radio, M—medius, Cu—cubitus, PCu—post cubitus, V—vannal.

El ala anterior de los saltamontes, el tegmen, es una estructura engrosada y semicuerosa que cubre el ala posterior más grande (2,5 veces mayor área), que se pliega como un abanico corrugado debajo del ala anterior cuando el insecto está en reposo37. Ambas alas están densamente venadas y contienen venas longitudinales que se extienden desde la base hasta la punta, que están interconectadas por numerosas venas transversales más cortas (Fig. 3b). Particularmente cerca de la base del ala en la región del borde de ataque del ala anterior, las venas del ala no tienen una sección transversal uniformemente circular, sino que parecen aplanadas y poco profundas, interconectadas por muchas venas transversales en forma de S. Las partículas en esta región se registraron fluyendo junto con los hemocitos (Película complementaria 1).

Confirmamos que la hemolinfa atraviesa todas las venas, incluidas las venas transversales y ciertas áreas de la membrana del ala, dentro de la red del ala del saltamontes (Películas complementarias 1–6), incluso hasta los bordes de las alas, donde es más probable que las venas se dañen38 (Fig. 3c, d).

La estructura de las venas y el patrón a lo largo del ala influyen en cómo se mueve la hemolinfa a través del ala. Debido a que las interacciones entre la estructura y el flujo del ala no se han investigado previamente, identificamos cinco regiones distintas del ala en función de las similitudes estructurales entre las alas, dentro de las cuales evaluamos las características del flujo local (Fig. 3b). Estas regiones incluyen lo siguiente: (1) borde de ataque (venas de mayor diámetro), (2) membrana (un seno grande presente entre las capas del ala cerca del borde de ataque), (3) punta del ala (venas de diámetro pequeño y altamente interconectadas), ( 4) celosía (principalmente venas conectadas ortogonalmente) y (5) borde posterior (venas de mayor diámetro) (Fig. 3b-d).

Para analizar la velocidad de la hemolinfa en diferentes ubicaciones, calculamos las velocidades de partículas máximas y medianas instantáneas en las cinco regiones del ala (Fig. 4a, b, consulte los métodos de cálculo y la Fig. 1 complementaria). En general, las velocidades de flujo son más altas en las alas traseras (Fig. 4a). Dentro de cada ala, las velocidades de flujo máximas más altas ocurren en las regiones cercanas a la base del ala; en las alas delanteras y traseras, las velocidades máximas más altas ocurren en la región del borde de fuga (donde los corazones del ala torácica extraen la hemolinfa del ala a través de la rama escutelar y el cordón auxiliar). También se calcularon las velocidades de flujo medianas para caracterizar las velocidades de flujo típicas; estos valores muestran tendencias similares (Fig. 4b), pero con diferencias menores entre regiones (Fig. 1 complementaria).

a y b Velocidades máxima y mediana por región alar. Los flujos más rápidos ocurren en el borde de salida del ala delantera y el borde de ataque del ala trasera. c Radio de vena promedio por región (n = 25 radios de vena medidos y promedio tomado). d Número de Péclet promedio para cada región, donde el coeficiente de difusión, DO2, es para el oxígeno en el agua. e La frecuencia de pulso promedio, calculada por un número de picos de velocidad a lo largo del tiempo (a la derecha de e), aumenta en el borde posterior. f El número de Reynolds medio, inercial a las fuerzas viscosas, describe un régimen de flujo viscoso en todas las regiones (1<). g Número de Womersley promedio, pulsatilidad a flujos viscosos, describe un flujo similar a las vénulas42. Las trayectorias de partículas se colocaron en un sistema de coordenadas de ala normalizado (n = 8 saltamontes individuales y 500 partículas digitalizadas).

Estructuralmente, las venas en las regiones de los bordes delantero y trasero de las alas delanteras y traseras tienen un diámetro más ancho que las de las regiones de la punta, la red y la membrana. En la punta del ala, el flujo sigue la vena perimetral y comienza a descender por la cuerda del ala hacia las regiones de la red y del borde de fuga. Tanto en las alas delanteras como en las traseras, el flujo de hemolinfa se ralentiza sustancialmente en la región de la punta del ala (Fig. 4a, b) y aumenta nuevamente en la región del borde posterior. En el ala trasera, las venas anales en forma de abanico dentro de la región del borde posterior sirven como conductos largos (con menos uniones para atravesar) que alimentan al mismo conducto de retorno (es decir, cordón auxiliar), donde el flujo es extraído por la torácica posterior. corazón de ala (Fig. 2b, Película complementaria 6).

Aunque el flujo a granel dentro de las alas de los saltamontes se puede describir como un circuito unidireccional, con la entrada de hemolinfa a través de las venas del borde de ataque y saliendo de las venas del borde de salida (Fig. 3c, Películas complementarias 1 y 6), los comportamientos del flujo local dentro de las venas son complejos y variable en el tiempo. La hemolinfa no viaja a lo largo de caminos simples y predeterminados a través del ala, sino que puede mostrar uno de varios comportamientos de flujo local en cualquier unión de vena dada, en cualquier momento particular (Fig. 3d). Específicamente, mientras medimos y rastreamos la circulación de hemolinfa activa en cada vena dentro del ala delantera y trasera, observamos tres comportamientos de flujo local distintos: flujo pulsátil, aperiódico o con fugas (Películas complementarias 1–6), que se describen en detalle a continuación. Se pueden encontrar combinaciones de los tipos de comportamientos de flujo dentro de muchas de las regiones del ala, y la aparición de algunos comportamientos locales parece estar en función de la proximidad al cuerpo y sus órganos de bombeo asociados (Fig. 3d).

La hemolinfa es bombeada fuera del ala delantera y trasera cerca del borde de fuga por el corazón del ala torácica respectiva de cada ala (Fig. 2b, Película complementaria 8), y la hemolinfa fluye hacia el ala desde el espacio torácico, ingresando a través de las venas más grandes del borde de ataque, el costa, subcosta y radio. Estos flujos torácicos también están influenciados por la respiración de los sacos de aire torácicos. En general, hay un patrón tortuoso de flujo tanto en las alas delanteras como traseras (Fig. 3c). Dentro del ala, la hemolinfa fluye más rápido en las regiones cercanas al cuerpo y más lento en las regiones hacia la punta del ala. Estas velocidades más altas pueden reflejar la proximidad a los principales órganos de bombeo, o quizás reflejar requisitos funcionales para una mayor hidratación en la bisagra del ala, en correlación con las gruesas capas de resilina39.

Este patrón circulatorio de flujo es similar al observado en los mosquitos21. Sin embargo, la magnitud relativa entre el flujo de entrada (hacia el ala) y el flujo de salida (que regresa al cuerpo) está mucho menos sesgada. Las velocidades máximas de flujo en estas alas de saltamontes varían de 0,5 a 2,6 mm/s (Fig. 4a) con relaciones dentro y fuera del ala de 1,5 y 1,3 en las alas delanteras y traseras. Comparativamente, la proporción de flujo de entrada/salida es de 4,6 en el mosquito (A. gambiae) en reposo, donde la diferencia puede relacionarse con la estructura del corazón del ala torácica: en los mosquitos, el corazón del ala torácica está separado del vaso dorsal21 y opera en una frecuencia independiente de 3 Hz, mientras que, en los saltamontes, los corazones del ala torácica existen como tejido vascular dorsal modificado, adherido, justo encima del vaso dorsal (Fig. 1b)40. En general, el retorno de la hemolinfa al cuerpo es mucho más rápido en los mosquitos que en los saltamontes.

El flujo es pulsátil en gran parte del ala (Películas complementarias 2 y 6), con partículas que pulsan hacia adelante y luego se detienen o invierten la dirección en una distancia más corta (0.21–0.81 Hz, Fig. 4e). Como resultado, la hemolinfa puede moverse en dos o más direcciones alternativas en muchas uniones de venas, y el flujo puede parecer de marea en algunas venas más pequeñas (Película complementaria 5). En muchas alas de insectos, las venas del borde delantero tienen un diámetro relativamente mayor y tienden a disminuir a lo largo de la envergadura y la cuerda (es decir, a lo largo y ancho del ala). Descubrimos que la pulsatilidad domina el movimiento de la hemolinfa en el borde de ataque y los bordes de fuga de las alas delanteras y traseras, donde las venas tienen un diámetro mayor (170–250 μm que en las regiones de la punta y la red del ala). Aproximadamente en sincronía con la frecuencia del pulso cardíaco del ala anterior de 0,64 Hz, el flujo de hemolinfa promedio en los pulsos del ala anterior es de aproximadamente 0,56 Hz hacia adelante y hacia atrás dentro de las venas (5c, Película complementaria 8), con un movimiento neto que eventualmente avanza hacia la punta del ala y hacia abajo a través de la cruz. -venas. La pulsación en la bisagra del ala es irregular y está sujeta a la respiración de los sacos de aire torácicos y no está alineada con la pulsatilidad del ala debido a las restricciones de flujo en la red de venas. La frecuencia del pulso (es decir, 'pulsatilidad') indica cambios cíclicos en la velocidad de la hemolinfa, cuantificados contando los picos de velocidad en un trazo de velocidad (consulte la sección "Métodos"). Debido a que no medimos la contracción del corazón dorsal o del ala directamente, no podemos sacar conclusiones sobre las correlaciones entre la pulsatilidad del flujo en las venas del ala y los ciclos de carrera exactos de estas bombas.

El flujo aperiódico ocurre donde las partículas se mueven en una dirección continuamente (sin detenerse); la velocidad puede aumentar y disminuir en sincronía con el pulso de la hemolinfa, pero las partículas nunca se detienen por completo (Fig. 3a). Observamos un flujo aperiódico, así como un flujo pulsátil, dentro de las tres regiones restantes del ala: la punta del ala, la red y las regiones del borde de salida (Películas complementarias 4–6) (Fig. 3d, iii/viii, iv/ix y v /X). La pulsación tiende a ser amortiguada dentro de la punta del ala y las regiones reticulares, con el flujo más a menudo moviéndose continuamente hacia el borde de salida, mientras que el flujo pulsátil es más común dentro de la región del borde de salida de las alas delanteras y traseras, donde se bombea la hemolinfa. del ala

El flujo con fugas, un comportamiento de flujo en las alas de los insectos que se ha observado cualitativamente antes26 pero no cuantificado, ocurre cuando las partículas se mueven fuera de las venas de las alas hacia una región membranosa adyacente (una gran región del seno), y finalmente regresan a las venas que rodean el seno. (Películas complementarias 2 y 3). En la región de la "membrana" del ala (Fig. 3b, d, ii/vii), que ocurre en aproximadamente dos tercios de la envergadura del ala y hacia el borde de ataque, la hemolinfa sale de las venas del borde de ataque (costa, subcosta, y radio) y en el seno membranoso en forma de bolsillo (Películas complementarias 2 y 3). La hemolinfa se acumula dentro de esta membrana-seno del pseudoestigma en ambas alas (vídeos complementarios 2 y 3), suministrada por la fuga de las venas. Si bien exhibe un "tipo" de flujo, este término también refleja cómo las regiones difieren estructuralmente. No todas las partes del ala permiten fugas de flujo (es decir, flujo en la membrana), y esto depende de la estructura de la vena, y si es completamente tubular, poco profunda, en forma de U o tiene poros para permitir fugas (Películas complementarias 2 y 3). Sin embargo, tanto los comportamientos pulsátiles como los aperiódicos pueden ocurrir dentro de las regiones con fugas (Fig. 3d, i/vi y ii/vii, Películas complementarias 1–3). Las partículas que se movían de la vena a la membrana en esta región exhibieron velocidades similares a las de las venas tubulares del borde de ataque.

La fuga también ocurre en los pseudo-estigmas en algunas alas de otros insectos26. Se cree que estos "falsos senos" son regiones de potencial importancia aerodinámica, donde la masa adicional en el borde de ataque puede actuar como un "regulador inercial" del cabeceo del ala durante el vuelo con aleteo26,41. La fuga no se limita a los seudoestigmas y también puede estar presente en el tegmen coriáceo o los élitros (es decir, las alas anteriores modificadas de los escarabajos), donde las venas tubulares están ausentes en gran parte del ala7. En contraste, las libélulas muestran un seno "verdadero" en forma de pterostigma, una cutícula rectangular y engrosada cerca del borde de ataque del ala, que forma un seno donde se acumula la hemolinfa.

Un ala de insecto es esencialmente un dispositivo de microfluidos, clasificando hemocitos y otros factores de hemolinfa en todo el ala. Para comprender su eficiencia y posibles aplicaciones a dispositivos bioinspirados, calculamos varios parámetros clave de flujo adimensional. Caracterizamos los regímenes de flujo en las regiones del ala calculando los siguientes números adimensionales por trayectoria de partículas, y luego presentamos los promedios por región: Número de Péclet (Pe, la relación entre el transporte advectivo y el difusivo; Fig. 4d), Número de Reynolds (Re, relación de transporte inercial a flujos viscosos; Fig. 4f), y el número de Womersley (Wo, la relación de pulsatilidad con respecto a los efectos de la viscosidad; Fig. 4g). Por último, medimos la frecuencia del pulso (Fig. 4e) como una métrica de bombeo (aunque el bombeo no se midió directamente) para caracterizar la pulsatilidad de los flujos.

Pe (Fig. 4d) es de magnitud similar entre las regiones del ala, con la excepción del borde posterior del ala anterior, donde es ligeramente más alto, y la punta del ala, donde está cerca de 1. Frecuencia de pulso (Fig. 4e), medido como el número de picos de velocidad a lo largo del tiempo, es más alto en las regiones del ala donde el flujo regresa al cuerpo, como la región del borde de salida (0,04 y 0,03 Hz). Re (Fig. 4f) es similar entre las regiones del ala, pero en la región del borde de fuga del ala trasera, aumenta casi un orden de magnitud (Re más bajo: 0.01 a Re más alto: 0.09) donde la hemolinfa se bombea de regreso al cuerpo. Aquí, el flujo está dominado por efectos viscosos, y este aumento en comparación con el resto del ala subraya la importancia de los órganos de bombeo torácicos en la conducción de la circulación del ala. Wo (Fig. 4g) es similar en todas las regiones del ala, excepto por una disminución notable en la punta del ala, donde el flujo y la pulsatilidad tienden a disminuir (Fig. 5g). En comparación con el cuerpo humano, el flujo de hemolinfa dentro de ambas alas tiene un Wo similar al de las arteriolas y las vénulas42.

a–c Promedios de las velocidades instantáneas máximas de partículas, velocidades medianas instantáneas y frecuencias de pulso en el cuerpo y las alas, junto con diagramas de caja y bigotes (mediana en naranja) de datos de partículas (consulte la sección "Métodos" para el cálculo). En ayb los flujos son más rápidos dentro del cuerpo que en las alas. c La frecuencia de pulso promedio (tal como se calcula en la Fig. 4e) muestra que el bombeo es más alto en el vaso dorsal a 2,1 Hz, en comparación con la rama escutular (SCUT) a 0,64 Hz (conducto de retorno para el flujo) y las áreas del ala que tienen frecuencias similares. FW-HGE indica flujos torácicos cerca de la bisagra del ala trasera. Barra de escala—5 mm. Para cada cuadro, la marca central es la mediana y los bordes inferior/superior indican los percentiles 25 y 75. Los bigotes se extienden a puntos de datos extremos (n = 8 saltamontes individuales y 500 partículas digitalizadas dentro de las alas, 300 partículas dentro del cuerpo).

Las velocidades de flujo medidas dentro del tórax y el resto del cuerpo fueron mucho más rápidas que las de las alas (Fig. 5). Los flujos en el tórax cerca de la bisagra del ala (es decir, FW y HW HGE) eran irregulares, con una mezcla de hemolinfa entrante con hemolinfa en la cavidad torácica. La conexión entre la bisagra y la entrada en los conductos de la vena del ala es compleja, y es probable que el flujo esté influenciado por los sacos de aire torácicos (de ahí también una diferencia en la frecuencia del pulso). Esto se refleja en las altas velocidades de 1,8 y 2,5 mm/s vistas en las regiones de las bisagras de las alas (Fig. 5a). El vaso dorsal y las ramas escutulares (Fig. 2b, Película complementaria 7) mostraron velocidades de flujo significativamente más altas (Fig. 5a, b) que las medidas en la bisagra del ala anterior, posterior o posterior (prueba t pareada, P <0.001) . Las velocidades de flujo dentro del abdomen también fueron más altas que aquellas dentro de las bisagras de las alas delanteras, traseras y traseras, mientras que los flujos en el pronoto (un collar protector del cuello) no fueron estadísticamente diferentes de cualquier otra región muestreada excepto para la rama escutelar (prueba t pareada). , P < 0,05).

Debido al papel que desempeñan los órganos de bombeo en la conducción del flujo de hemolinfa, las diferencias en la frecuencia del pulso (es decir, la pulsatilidad) entre las regiones muestreadas del cuerpo y las alas son similares a las tendencias observadas en la velocidad del flujo (Fig. 5c). Medimos una frecuencia de pulso media de 2,1 Hz en el vaso dorsal, que es aproximadamente 3 veces mayor que la frecuencia de pulso de 0,64 Hz medida en los conductos de retorno del ala (ramas escutelares). Esta frecuencia de retorno es algo más alta que las frecuencias de bombeo de los vasos dorsales medidas previamente en Schistocerca (0,92 Hz)43, pero la frecuencia cardíaca en los insectos puede variar con otros factores como la temperatura, el tamaño del cuerpo y el hecho de que el insecto esté sujeto con las alas extendidas, de modo que no se justifican las comparaciones directas entre estudios. Las frecuencias de pulso (es decir, la frecuencia de bombeo) de la rama escutular, las bisagras de las alas y las alas no son marcadamente diferentes (Fig. 5c, prueba t pareada). La similitud en el pulso de hemolinfa entre estas regiones también se confirma mediante valores de Womersley similares calculados para las regiones de las alas delanteras y traseras cerca de las bisagras (Fig. 4g). Los promedios entre las alas pueden indicar más sobre la estructura que la proximidad al bombeo; el ala trasera tiene conductos venosos más grandes y largos que las muchas venas transversales del ala anterior.

Nuestros resultados muestran que, a nivel local, la hemolinfa circula a través de todas las venas del ala, incluso las venas transversales más pequeñas, y se identifica como tres tipos diferentes de comportamientos de flujo local: flujo pulsátil, aperiódico y con fugas. Con el flujo con fugas, descubrimos una característica sorprendente en la región del pseudoestigma del ala, donde la hemolinfa fluye y se mueve desde las venas longitudinales más grandes, acumulándose en los senos de la membrana (Películas complementarias 2 y 3). Este es el primer trabajo que apoya la evidencia cualitativa realizada por Arnold en 1963 de flujo en pseudoestigmas en insectos26. A pesar del patrón directo de flujo tortuoso a lo largo de toda el ala, los comportamientos de flujo local dentro de las venas individuales son complejos y variables en el tiempo y están presentes en diferentes combinaciones dentro de cada región del ala. Una ruta compleja y tortuosa conduce a una pregunta crítica: ¿son eficientes estos patrones de flujo local para transportar la hemolinfa? El uso de "eficiente" requiere distinción. Primero, estas mediciones se realizaron en alas en reposo; los patrones de flujo pueden ser completamente diferentes en vuelo (ver Wang et al., 202112). En segundo lugar, la eficiencia depende de relaciones fisiológicas complejas, como la relación entre el flujo y el sistema nervioso del ala, o el flujo y el aumento de la respiración. Explorar estas relaciones en experimentos posteriores podría explicar cómo difieren los sistemas circulatorios de las alas entre insectos y cómo la eficiencia podría variar entre insectos con diferentes necesidades sensoriales (es decir, insectos no voladores pero alados).

Los estudios futuros que incorporen tomografía de rayos X de alta resolución para visualizar los tejidos de las venas internas con un detalle sin precedentes1 permitirían mediciones físicas precisas de la estructura de las venas que podrían usarse para modelar con mayor precisión la red morfológica. Específicamente, la red traqueal dentro de las venas no se extiende a todas las venas, pero cuando está presente, su compresión y reinflación deberían influir en la circulación de la hemolinfa. Algunas órdenes de insectos, como los lepidópteros, usan la expansión traqueal para promover el flujo tidal de hemolinfa dentro y fuera de las alas, que también solo se ha medido en lepidópteros19. Recientemente, Tsai y sus colegas midieron el cambio en el ancho del canal dentro de la vena a medida que la tráquea se expandía y contraía cíclicamente8. Vale la pena señalar que las partículas y los hemocitos se atascan en los tejidos, y las tráqueas pueden inhibir el flujo (consulte los videos complementarios 3 y 7 para ver ejemplos), lo que sugiere una mayor investigación sobre el acoplamiento del sistema. El trabajo futuro que combine microscopía fluorescente con electromiografía, sensores de presión y seguimiento de la expansión/compresión traqueal permitiría un modelado más completo de la circulación para probar hipótesis de acoplamiento respiratorio-circulatorio44.

Además, se sabe poco acerca de cómo las diferencias en el tamaño del cuerpo, que se extienden en varios órdenes de magnitud entre las especies de insectos, y la variación igualmente amplia en las estrategias de la historia de vida y los comportamientos de vuelo, pueden afectar los patrones del flujo de hemolinfa dentro de las alas. Por ejemplo, un insecto migratorio como una mariposa monarca, que a menudo se desliza a lo largo de las corrientes de aire y necesita maximizar la eficiencia energética para viajar largas distancias sin alimentarse, puede beneficiarse de flujos de hemolinfa de alas más lentos, que requieren un bombeo menos activo. Además, es probable que las velocidades de flujo varíen ampliamente dentro de los órdenes de insectos, como los lepidópteros, que muestran grandes variaciones en el tamaño del cuerpo y la nervadura.

En vuelo, la hemolinfa puede desempeñar otro papel funcional; el aleteo induce una circulación de hemolinfa más rápida dentro del ala12. Potencialmente, el vuelo de aleteo puede influir en la eficiencia del circuito, ya que acelera la rapidez con la que la hemolinfa llega a la punta del ala (ver Wang et al., 2021)12. Tal como está, el flujo de hemolinfa en las regiones fuertemente pulsátiles que se observan más cerca de la bisagra del ala puede no moverse tan rápido en los saltamontes como si el animal se estuviera moviendo. Los individuos del género Schistocerca emplean un "efecto paraguas" durante el vuelo, en el que las alas delanteras y traseras se agitan en contrafase y las alas traseras corrugadas se hinchan, deformándose flexiblemente con cada aleteo45,46. Su región de pseudoestigma también se deforma en este movimiento dinámico y probablemente presuriza el fluido a ambos lados de las líneas de flexión. Por lo tanto, este movimiento dinámico, similar a las mediciones de Wang et al. (2021) en libélulas12, probablemente mueva la hemolinfa por todo el circuito más rápidamente. Entonces, ¿cuál es el papel de este fluido en el vuelo de aleteo versus planeo? ¿El aleteo induce pulsatilidad en todas partes del ala? ¿Cómo cambian los comportamientos del flujo local a medida que las venas se deforman y se pliegan? Es probable que el comportamiento mecánico de las alas de los insectos esté determinado no solo por las propiedades materiales del ala y el patrón de las venas del ala, sino también por la presencia, y quizás el movimiento, de hemolinfa dentro de las venas.

Esencialmente, un ala de insecto puede considerarse un dispositivo microfluídico de cuerpo blando, compuesto de membranas y tubos delgados, que se desarrolla con el tiempo y cambia de forma dinámicamente, tanto durante la metamorfosis como en la edad adulta (particularmente en especies donde las alas adultas pueden plegarse). De ahí la importancia de caracterizar esta red con un conjunto de parámetros de flujo adimensionales. Las alas de los insectos se despliegan durante la ecdisis9 con las redes de venación de las alas intactas, un proceso que podría inspirar nuevas tecnologías en el campo de la microfluídica47. Durante la metamorfosis, el ala adulta se forma por completo, pero permanece plegada en una estructura compleja similar a un origami que debe desplegarse hidráulicamente durante la eclosión. Este proceso activo, que dura entre 40 y 60 minutos en muchos insectos, se basa en la red de venas tubulares del ala para presurizar el ala con hemolinfa10. Se sabe relativamente poco sobre los diversos mecanismos involucrados en este proceso (fuera de Drosophila)2, pero las aplicaciones potenciales de una mejor comprensión de la expansión del ala se extienden desde pequeños dispositivos biomédicos hasta grandes paneles solares satelitales que se despliegan de forma autónoma.

Cada comportamiento de vuelo realizado por los insectos alados, desde la depredación hasta la polinización, se basa en el funcionamiento de las alas. En una era de declives masivos en las poblaciones de insectos y la diversidad debido a la industrialización, el cambio climático y las enfermedades, las investigaciones adicionales sobre las redes vivas dentro de las complejas pero frágiles alas de los insectos solo beneficiarán nuestra comprensión del papel único que desempeñan estas estructuras, y las presiones externas que pueden afectar su capacidad para funcionar correctamente.

Las ninfas (segundo a cuarto estadio) obtenidas del USDA (Sydney, Montana) se mantuvieron a 30–35 °C (ciclo de luz de 16:8 h) y se criaron de acuerdo con los permisos Aphis del USDA (#:P526P-16-04590). Una vez eclosionadas las ninfas, los adultos fueron colocados en un recinto separado. Los adultos fueron alimentados regularmente con lechuga romana, que les proporcionó nutrición y agua.

Para prepararse para la microscopía fluorescente, se anestesió brevemente a S. americana adulta con dióxido de carbono y se colocó con el lado ventral hacia arriba. Con un alfiler para insectos, se perforó un pequeño orificio (~0,1 mm2) en el segundo o tercer segmento abdominal. Se inyectaron 6–10 μl de una mezcla de partículas verdes fluorescentes (Thermo Scientific; densidad, 1,05 g/cm3; fluorescencia, 589 nm) usando una jeringa de vidrio de 2,5 μm (Hamilton Co., modelo de jeringa n.° 62, Ref. 87942, Reno, NV) con un tubo capilar de borosilicato tirado como una aguja (Fig. 2a). Esta mezcla contenía partículas de poliestireno con flotabilidad neutra de tamaños 3 y 6 µm.

La mezcla permitió observar el flujo tanto a distancias focales grandes como pequeñas (Fig. 2). Después de la inyección, S. americana se inmovilizó rápidamente con plastilina, lo que permitió que el insecto vivo permaneciera en reposo sin moverse ni autolesionarse. Las alas delanteras y traseras se extendieron y se intercalaron entre dos portaobjetos de vidrio (7,5 × 5 cm) en una posición plana, que simulaba una postura de vuelo con el ala extendida y permitía la visualización del flujo de hemolinfa (Fig. 2). Debido al sistema circulatorio abierto del insecto (Fig. 1b, c), las partículas inyectadas fluyeron fácilmente con la hemolinfa y se observaron moviéndose dentro y fuera de los órganos de bombeo, el cuerpo y los apéndices21. Debido a que algunas partículas quedaron atrapadas en los tejidos dentro del cuerpo y dentro de las alas, solo medimos partículas que claramente se movían libremente con el flujo, que también se pueden ver moviéndose con hemocitos (Película complementaria 1). Medimos las partículas que se ralentizan y las que invierten la dirección, lo que refleja la pulsatilidad en el flujo. Para evitar estresar indebidamente a un saltamontes, los experimentos se realizaron de 5 a 10 minutos después de la inyección de partículas, durante 3 a 4 horas.

El movimiento de partículas se capturó en ocho S. americana adultas (~ 3–5 meses de edad) en un microscopio fluorescente (Zeiss AxioZoom V16 Zoom, utilizando el software Zeiss) en el Centro de Imágenes Biológicas de Harvard (Cambridge, MA). Debido a las restricciones focales, el tamaño de las partículas y la claridad de la nervadura, no se podía ver más de un tercio del ala a la vez (~300 mm2 para el ala trasera y 10–50 mm2 para el ala anterior). Por lo tanto, las películas se capturaron en forma de mosaico a lo largo de la envergadura y la cuerda del ala (Fig. 2c), y se tomaron imágenes secuencialmente desde la base del ala hasta la punta del ala. En teoría, se podía seguir una partícula desde la bisagra del ala hasta la punta del ala y viceversa, pero en la práctica, la visibilidad, la velocidad de fotogramas y el tiempo de guardado de archivos limitaban la distancia de seguimiento de partículas individuales a secciones más pequeñas dentro del ala. Las frecuencias de fotogramas oscilaron entre 10 y 100 fotogramas por segundo, donde se necesitaban frecuencias de fotogramas más altas para resolver el flujo rápido en los corazones de las alas y las venas del borde de ataque.

Se identificó y cuantificó la posición instantánea de ~800 partículas de 228 registros de 8 saltamontes adultos individuales para los cálculos de velocidad. El ala se dividió en secciones: borde de ataque, membrana, punta del ala, celosía y borde de salida. Estos se basaron en la disposición de las venas y permitieron promediar datos para regiones específicas del ala. La región de la membrana existe dentro del borde de ataque, pero es estructuralmente notable debido a la acumulación de hemolinfa en ese seno de la membrana. Usamos dos métodos para rastrear partículas. En primer lugar, se realizó un seguimiento manual y semiautomático utilizando un programa de seguimiento de puntos basado en MATLAB (DLTdv5)36. En segundo lugar, empleamos algoritmos de seguimiento de partículas multiparamétricos personalizados adaptados de trabajos anteriores48,49,50,51. Primero se aplicó la sustracción de fondo a cada fotograma de la serie temporal para abordar las bajas relaciones de contraste y compensar los niveles de iluminación espacial desiguales. Se aplicó un ajuste de intensidad lineal por fotogramas, de modo que el 1 % del total de píxeles se saturaron, lo que representa el decaimiento temporal de la fluorescencia debido al fotoblanqueo. Se calculó una matriz Hessiana local de la intensidad para cada píxel, y las partículas se marcaron con valores negativos de λ2 en los mapas propios Hessianos. Se utilizó un procedimiento de erosión dinámica con un umbral adaptativo para identificar cada pico de intensidad de todas las partículas que se analizaron. Posteriormente, se usó un procedimiento de dilatación para expandir los límites de los picos identificados hasta capturar el límite del curso de cada partícula. Finalmente, la segmentación gruesa se mapeó de nuevo a la resolución original y se refinó. La expansión del refinado se detuvo cuando la intensidad del píxel cayó por debajo del 25 % de la intensidad máxima dentro de la partícula o cuando se encontró con los bordes detectados por un filtro Canny52. Este algoritmo identifica la correspondencia más probable entre partículas tomando en consideración las características de cada partícula (brillo, área, diámetro y orientación) además del criterio clásico del vecino más cercano como parámetros de seguimiento. Los datos de flujo y todas las películas de datos correspondientes están disponibles a pedido.

Se identificaron las trayectorias de las partículas, se colocaron en un sistema de coordenadas de ala normalizado y se clasificaron en cinco regiones del ala (Fig. 3b, c) y regiones principales del cuerpo (Fig. 2c). Las trayectorias con menos de 25 puntos de datos se eliminaron del conjunto de datos principal. Los datos de velocidad se suavizaron en MATLAB utilizando una función de media móvil (Matlab movmean) con una longitud de ventana de 5. En las cinco regiones del ala (Fig. 4), velocidad instantánea (máxima y mediana), radios de vena promedio, frecuencia de pulso, Péclet Se calcularon el número, el número de Reynolds, la frecuencia del pulso y el número de Womersley. La velocidad instantánea (Vinstant, mm/s) cuantifica qué tan rápido se movieron las partículas a través de una región; también se calcularon las velocidades máxima y mediana para mostrar un rango de movimiento de partículas (en un tiempo instantáneo). El radio de la vena se determinó tomando un promedio de 25 diámetros de vena dentro de una región del ala. La frecuencia del pulso (f, Hz) mide la pulsatilidad del flujo, donde el número de picos en un trazo de velocidad (a lo largo del tiempo) se usó como una indicación de la periodicidad (consulte la gráfica de ejemplo en la Fig. 4e). Para identificar los picos, las trazas de velocidad se normalizaron por velocidad máxima y luego se detectaron los picos mediante la función findpeaks de MATLAB y un valor de umbral de 0,3, que capturó la pulsatilidad más aparente. El número de Péclet refleja la relación entre los flujos viscosos y el transporte difusivo. El número de Reynolds indica la relación entre las fuerzas de fluido inercial y viscoso. El número de Womersley detecta la relevancia de la pulsatilidad para los efectos viscosos en un flujo. Las ecuaciones utilizadas son las siguientes:

donde los puntos (xi,yi) y (xi+1,yi+1) son los puntos de trayectoria instantánea a través de los cuales viaja una partícula dada, timei es el intervalo de tiempo instantáneo en segundos, ρ es la densidad del agua, μ es la viscosidad dinámica de agua, r es el radio promedio por región del ala (los valores se encuentran en el código en línea), f es la frecuencia de pulso promedio por región del ala y DO2 es el coeficiente de difusión de oxígeno en el agua a 0.000018*(1*10−4). Para la viscosidad dinámica de la hemolinfa, usamos 0.0010518 Pa s a 18 °C.

Más información sobre el diseño de la investigación está disponible en el Resumen de informes de Nature Portfolio vinculado a este artículo.

Las películas de datos están disponibles a pedido. Los datos de seguimiento están disponibles en https://doi.org/10.5281/zenodo.7637483.

El código utilizado en el análisis de datos fue escrito previamente48,49,50,51. El código de análisis de Matlab, los datos de seguimiento y los archivos de parámetros se pueden encontrar en https://github.com/maryksalcedo/wingflow_grasshoppers.git.

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Canny, J. Un enfoque computacional para la detección de bordes. Trans. IEEE. Patrón Anal. Mach. Intel. 6, 679–698 (1986).

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Agradecemos al Dr. Stefan Jaronski (USDA) por su suministro continuo de saltamontes, discusiones reflexivas y apoyo, y a la Dra. Missy Holbrook por sus útiles consejos para encontrar un sistema modelo. Agradecemos al laboratorio de Holbrook por dar espacio a la colonia de saltamontes durante 2 años y permitir experimentos con insectos en su laboratorio de plantas. Agradecemos a L. Mahadevan por sus consejos, comentarios y ediciones a lo largo del experimento y el proceso. Agradecemos al Centro de Imágenes Biológicas de Harvard por la infraestructura y el apoyo, específicamente al Dr. Doug Richardson por sus consejos y tiempo de capacitación. Agradecemos al Dr. Siddarth Srinivasan por su experiencia en la medición de flujos biológicos y el tiempo que dedicó a ayudar a capacitarse en el microscopio. Agradecemos a los miembros de Socha Lab por sus valiosos comentarios y apoyo en el análisis y la redacción. Por último, un agradecimiento especial al Dr. Jacob Peters por sus consejos y apoyo durante todo el proyecto. Esta investigación fue financiada a través de dos becas de la Fundación Nacional de Ciencias de EE. UU. (NSF) para MKS (NSF GRFP y NSF PRFB 1812215) y parcialmente financiada por NSF 1558052 para JJSMKS y también parcialmente financiada por la Beca NIFA de los Estados Unidos de Agricultura (Premio: 2022- 67012-37679).

Departamento de Ingeniería Biológica y Ambiental, Universidad de Cornell, Ithaca, NY, EE. UU.

María K. Salcedo

Escuela de Ingeniería Mecánica, Universidad de Purdue, West Lafayette, IN, EE. UU.

Brian H. junio

Departamento de Ingeniería Biomédica y Mecánica, Virginia Tech, Blacksburg, VA, EE. UU.

John J. pensó

Departamento de Biología Orgánica y Evolutiva y Museo de Zoología Comparada, Universidad de Harvard, Cambridge, MA, EE. UU.

Noemí E. Pierce

Escuela Weldon de Ingeniería Biomédica, Universidad de Purdue, West Lafayette, IN, EE. UU.

Pavlos P. Vlachos

Departamento de Neurobiología, Fisiología y Comportamiento, UC Davis, Davis, CA, EE. UU.

Stacey A. Combes

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MKS concibió el proyecto de investigación, recopiló y analizó datos y escribió el manuscrito. BHJ analizó datos, agregó métodos y ayudó a editar el manuscrito. PPV contribuyó con métodos y ediciones de manuscritos. SAC, JJS y NEP contribuyeron con ediciones y consejos significativos a lo largo del proyecto.

Correspondencia a Mary K. Salcedo.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

Communications Biology agradece a Hamed Rajabi y a los otros revisores anónimos por su contribución a la revisión por pares de este trabajo. Editor principal de manejo: Luke R. Grinham. Los informes de los revisores están disponibles.

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Reimpresiones y permisos

Salcedo, MK, Jun, BH, Socha, JJ et al. Patrones complejos de circulación de hemolinfa en alas de saltamontes. Comun Biol 6, 313 (2023). https://doi.org/10.1038/s42003-023-04651-2

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Recibido: 13 noviembre 2021

Aceptado: 02 de marzo de 2023

Publicado: 23 de marzo de 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s42003-023-04651-2

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